Preview

Инфекция и иммунитет

Расширенный поиск

Сальмонелла-индуцированные изменения уровня ключевых иммунорегуляторных бактерий влияют на транскрипционную активность генов Foxp3 и RORgt в кишечноассоциированной лимфоидной ткани крыс

https://doi.org/10.15789/2220-7619-SIC-1151

Полный текст:

Аннотация

Кишечный микробиом участвует во многих физиологических процессах хозяина, способствует формированию и поддержанию иммунного гомеостаза за счет регулировки иммунных реакций, направленных на защиту от колонизации патогенами. Особую роль в дифференцировке различных субпопуляций Т-лимфоцитов играют сегментарные нитевидные бактерии (Segmented filamentous bacteria, SFB), способные индуцировать в кишечно-ассоциированной лимфоидной ткани (КАЛТ) дифференцировку провоспалительных Thn-клеток, а представители рода Clostridium (cluster IV и XIVa) и Bacteroides fragilis (полисахарид A [PSA]) стимулируют образование Т-регуляторных клеток (Treg) и продукцию супрессорного цитокина IL-10. Важными метаболитами B. fragilis являются короткоцепочечные жирные кислоты (КЦЖК), которые способны активировать клетки КАЛТ через рецептор FFAR2. Уменьшение концентрации КЦЖК снижает численность Treg в кишечнике и нарушает баланс Th17/Treg. Эти изменения напрямую ведут к снижению уровня мРНК FFAR2, Foxp3 и повышению экспрессии RORyt в КАЛТ. Поэтому целью работы было определить уровень ключевых иммунорегуляторных бактерий в пристеночной микрофлоре кишечника крыс и его влияние на транскрипционную активность генов Foxp3 и RORyt в КАЛТ при сальмонелла-индуцированном воспалении и на фоне введения ванкомицина и B. fragilis. Для определения родовой и видовой принадлежности бактерий, а также их количества в микрофлоре крыс применяли метод полимеразной цепной реакции (ПЦР-РВ) с идентификацией их по генам 16S rDNA. Для изучения транскрипционной активности генов использовали метод полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией в режиме реального времени (ОТ-ПЛР). В ходе эксперимента при введении животным ванкомицина и сальмонелл наблюдалось увеличение уровня SFB и уменьшение A. muciniphila, F.prausnitzii. Также при инфицировании крыс S. Enteritidis и S. Typhimurium на фоне предобработки ванкомицином отмечалось возрастание численности SFB на фоне выраженного уменьшения Bacteroides— Prevotela group, A. muciniphila, Clostridium spp. кластеров XIV, IV и F. prausnitzii, что приводило к уменьшению уровня экспрессии мРНК генов Foxp3+ и увеличению RORyt+ соответственно. Однако введение B. fragilis животным, получавшим S. Enteritidis или S. Typhimurium на фоне предобработки ванкомицином, обуславливало уменьшение уровня SFB и мРНК RORyt+ и, наоборот, увеличивало численность Bacteroides—Prevotela group, A. muciniphila, Clostridium spp. кластеров XIV, IV, F. prausnitzii и экспрессию генов Foxp3+, что свидетельствует о восстановлении гомеостаза кишечного микробиома. Полученные результаты показали, что B. fragilis может с успехом применяться при лечении воспалительных заболеваний кишечника или заболеваний с нарушением барьерной функции кишечника.

Об авторах

Ю. В. Букина
Запорожский государственный медицинский университет
Украина

Букина Юлия Вячеславовна - ассистент кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии.

69035, Запорожье, пр. Маяковского, 26, Тел.: +38 096 400-46-26; +38 095 512-09-29



Л. Я. Федонюк
Тернопольский государственный медицинский университет
Украина

Доктор медицинских наук, профессор, зав. кафедры медицинской биологии.

Тернополь



Г. Д. Коваль
Буковинский государственный медицинский университет
Украина

Доктор медицинских наук, профессор кафедры клинической иммунологии, аллергологии и эндокринологии.

Черновцы



Ю. А. Шеховцова
Харьковский национальный медицинский университет
Украина

Кандидат медицинских наук, ассистент кафедры внутренней медицины и эндоскопии.

Харьков


А. М. Камышный
Запорожский государственный медицинский университет
Украина

Доктор медицинских наук, профессор, зав. кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии.

Запорожье



А. А. Губарь
Запорожский государственный медицинский университет
Украина

Кандидат медицинских наук, доцент кафедры урологии.

Запорожье



В. А. Губка
Запорожский государственный медицинский университет
Украина

Доктор медицинских наук, доцент, профессор кафедры госпитальной хирургии.

Запорожье



Список литературы

1. Букина Ю.В., Камышный А.М., Полищук Н.Н., Топол И.А. Сальмонелла-индуцированные изменения кишечной микробиоты и транскриптома генов иммунного ответа на фоне введения ванкомицина и Bacteroides fragilis // Патолопя. 2017. Т. 14, № 1 (39). С. 12-19.

2. Agbor T.A., McCormick B.A. Salmonella effectors: important players modulating host cell function during infection. Cell Microbiol., 2011, vol. 13,pp. 1858-1869. doi: 10.1111/j.1462-5822.2011.01701.x

3. Arpaia N., Campbell C., Fan X. Metabolites produced by commensal bacteria promote peripheral regulatory T-cell generation. Nature, 2013, vol. 504, pp. 451-455. doi: 10.1038/nature12726

4. Atarashi K., Tanoue T., Ando M., Kamada N., Nagano Y. Th17 cell induction by adhesion of microbes to intestinal epithelial cells. Cell, 2015, vol. 163,pp. 367-380. doi: 10.1016/j.cell.2015.08.058

5. Atarashi K., Tanoue T., Oshima K., Suda W., Nagano Y., Nishikawa H., Fukuda S., Saito T., Narushima S., Hase K. Treg induction by a rationally selected mixture of Clostridia strains from the human microbiota. Nature, 2013, vol. 500, pp. 232-236. doi: 10.1038/nature12331

6. Atarashi K., Tanoue T., Shima T., Imaoka A., Kuwahara T., Momose Y., Cheng G., Yamasaki S., Saito T., Ohba Y., Taniguchi T., Takeda K., Hori S., Ivanov I.I., Umesaki Y., Itoh K., Honda K. Induction of colonic regulatory T cells by indigenous Clostridium species. Science, 2011, vol. 331, pp. 337-341. doi: 10.1126/science.1198469

7. Behnsen J., Perez-Lopez A., Nuccio S.P., Raffatellu M. Exploiting host immunity: the Salmonella paradigm. Trends Immunol., 2015, vol. 36, pp. 112-120. doi: 10.1016/j.it.2014.12.003

8. Breyner N.M., Michon C., de Sousa C.S., Vilas Boas P.B., Chain F., Azevedo V.A., Langella P., Chatel J.M. Microbial antiinflammatory molecule (MAM) from Faecalibacterium prausnitzii shows a protective effect on DNBS and DSS-induced colitis model in mice through inhibition of NF-kB pathway. Front. Microbiol., 2017, vol. 8:114. doi: 10.3389/fmicb.2017.00114

9. Bukina Yu.V., Varynskyi B.O., Voitovich A.V., Koval G.D., Kaplaushenko A.G., Kamyshnyi O.M. The definition of neutrophil extracellular traps and the concentration of short-chain fatty acids in salmonella-induced inflammation of the intestine against the background of vancomycin and bacteroides fragilis. Pathology, 2018, vol. 15, no. 1 (42), pp. 10—17.

10. David L.A., Maurice C.F., Carmody R.N., Gootenberg D.B., Button J.E., Wolfe B.E. Diet rapidly and reproducibly alters the human gut microbiome. Nature, 2014, vol. 505, pp. 559—563. doi: 10.1038/nature12820

11. Dubourg G., Lagier J.C., Armougom F., Robert C., Audoly G., Papazian L. High-level colonisation of the human gut by Verrucomicrobia following broad-spectrum antibiotic treatment. Int. J. Antimicrob. Agents, 2013, vol. 41, pp. 149—155. doi: 10.1371/journal.pone.0095476

12. Ferreira-Halder C.V., Faria A.V.S., Andrade S.S. Action and function of Faecalibacterium prausnitzii in health and disease. Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol., 2017, vol. 6,pp. 643—648. doi: 10.1016/j.bpg.2017.09.011

13. Feuerer M., Hill J.A., Kretschmer K., von Boehmer H., Mathis D., Benoist C. Genomic definition of multiple ex vivo regulatory T cell subphenotypes. Proc. Natl. Acad. Science USA, 2010, vol. 107, pp. 5919—5924. doi: 10.1073/pnas.1002006107

14. Furusawa Y., Obata Y., Fukuda S. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature, 2013, vol. 504, pp. 446—450. doi: 10.1038/nature12721

15. Geuking M.B., Cahenzli J., Lawson M.A., Ng D.C., Slack E., Hapfelmeier S., McCoy K.D., Macpherson A.J. Intestinal bacterial colonization induces mutualistic regulatory T cell responses. Immunity, 2011, vol. 34, pp. 794—806. doi: 10.1016/j.immu-ni.2011.03.021

16. Geva-Zatorsky N., Sefik E., Kua L., Pasman L., Tan T.G., Ortiz-Lopez A., Yanortsang T.B., Yang L., Jupp R., Mathis D., Benoist C., Kasper D.L. Mining the human gut microbiota for immunomodulatory organisms. Cell, 2017, vol. 168, no. 5, pp. 928943. doi: 10.1016/j.cell.2017.01.022

17. Goto Y., Umesaki Y., Benno Y., Kiyono H. Epithelial glycosylation in gut homeostasis and inflammation. Nat. Immunol., 2016, vol. 17, no. 11, pp. 1244-1251. doi: 10.1038/ni.3587

18. Honda K., Littman D.R. The microbiome in infectious disease and inflammation. Annu. Rev. Immunol., 2012, vol. 30, pp. 759795. doi: 10.1146/annurev-immunol-020711-074937

19. Hooper L.V., Littman D.R., Macpherson A.J. Interactions between the microbiota and the immune system. Science, 2012, vol. 336, no. 6086, pp. 1268-1273. doi: 10.1126/science.1223490

20. Ivanov I.I., Atarashi K., Manel N., Brodie E.L., Shima T., Karaoz U., Wei D., Goldfarb K.C., Santee C.A., Lynch S.V., Tanoue T., Imaoka A., Itoh K., Takeda K., Umesaki Y., Honda K., Littman D.R. Induction of intestinal Th17 cells by segmented filamentous bacteria. Cell, 2009, vol. 139,pp.485-498. doi: 10.1016/j.cell.2009.09.033

21. Keestra-Gounder A.M., Tsolis R.M., Baumler A.J. Now you see me, now you don’t: the interaction of Salmonella with innate immune receptors. Nat. Rev. Microbiol., 2015, vol. 13, pp. 206-216. doi: 10.1038/nrmicro3428

22. Korpela K., Flint H.J., Johnstone A.M., Lappi J., Poutanen K., Dewulf E. Gut microbiota signatures predict host and microbiota responses to dietary interventions in obese individuals. PLoS One, 2014, vol. 9 (6): e90702. doi: 10.1371/journal.pone.0090702

23. Lathrop S.K., Bloom S.M., Rao S.M., Nutsch K., Lio C.W., Santacruz N., Peterson D.A., Stappenbeck T.S., Hsieh C.S. Peripheral education of the immune system by colonic commensal microbiota. Nature, 2011, vol. 478, pp. 250-254. doi: 10.1038/nature10434

24. Li J., Lin S., Vanhoutte P.M., Woo C.W., Xu A. Akkermansia muciniphila protects against atherosclerosis by preventing metabolic endotoxemia-induced inflammation in apoe-/-mice. Circulation, 2016, vol. 133, pp. 2434-2446. doi: 10.1038/nature10434

25. Littman D.R., Rudensky A.Y. Th17 and regulatory T cells in mediating and restraining inflammation. Cell, 2010, vol. 140, pp. 845-858. doi: 10.1016/j.cell.2010.02.021

26. Lopetuso L.R., Scaldaferri F., Petito V., Gasbarrini A. Commensal Clostridia: leading players in the maintenance of gut homeostasis. Gut Pathog, 2013, vol. 5(1): 23. doi: 10.1186/1757-4749-5-23

27. Nagano Y., Itoh K., Honda K. The induction of Treg cells by gut-indigenous Clostridium. Curr. Opin. Immunol., 2012, vol. 24, pp. 392-397. doi: 10.1016/j.coi.2012.05.007

28. Ochoa-Reparaz J., Mielcarz D.W., Wang Y., Begum-Haque S., Dasgupta S. A polysaccharide from the human commensal Bacteroides fragilis protects against CNS demyelinating disease. Mucosal Immunol., 2010, vol. 3, pp. 487-495. doi: 10.1038/mi.2010.29

29. Ost K.S., Round J.L. Communication between the microbiota and mammalian immunity. Annu. Microbiol. Rev., 2018, vol. 72, pp. 399- 422. doi: 10.1146/annurev-micro-090817-062307

30. Pickard J.M., Zeng M.Y., Caruso R., Nunez G. Gut microbiota: Role in pathogen colonization, immune responses, and inflammatory disease. Immunol. Rev, 2017, vol. 279, no. 1, pp. 70-89. doi: 10.1111/imr.12567

31. Plovier H., Everard A., Druart C., Depommier C., Van Hul M., Geurts L., Chilloux J., Ottman N., Duparc T., Lichtenstein L., Myridakis A., Delzenne N.M., Klievink J., Bhattacharjee A., van der Ark K.C., Aalvink S., Martinez L.O., Dumas M.E., Maiter D., Loumaye A., Hermans M.P., Thissen J.P., Belzer C., de Vos W.M., Cani P.D. A purified membrane protein from Akkermansia muciniphila or the pasteurized bacterium improves metabolism in obese and diabetic mice. Nat. Med., 2017, vol. 1, pp. 107-113. doi: 10.1038/nm.4236

32. Quevrain E., Maubert M.A., Michon C., Chain F., Marquant R. Identification of an antiinflammatory protein from Faecalibacterium prausnitzii, a commensal bacterium deficient in Crohn’s disease. Gut, 2016, vol. 65, pp. 415-425. doi: 10.1136/gutjnl-2014-307649

33. Round J.L., Mazmanian S .K. Inducible Foxp3+ regulatory T-cell development by a commensal bacterium of the intestinal microbiota. Proc. Natl. Acad. Science USA, 2010, vol. 107, pp. 12204-12209. doi: 10.1073/pnas.0909122107

34. Sano T., Huang W., Hall J.A., Yang Y., Chen A. An IL-23R/IL-22 circuit regulates epithelial serum amyloid A to promote local effector Th17 responses. Cell, 2015, vol. 163, pp. 381-393. doi: 10.1016/j.cell.2015.08.061

35. Shin N.R., Lee J.C., Lee H.Y., Kim M.S., Whon T.W., Lee M.S. An increase in the Akkermansia spp. population induced by metformin treatment improves glucose homeostasis in diet-induced obese mice. Gut, 2014, vol. 63, pp. 727—735. doi: 10.1136/gutjnl-2012-303839

36. Smith P.M., Howitt M.R., Panikov N. The microbial metabolites, short-chain fatty acids, regulate colonic Treg cell homeostasis. Science, 2013, vol. 341, no. 6145, pp. 569—573. doi: 10.1126/science.1241165

37. Sorini C., Cardoso R.F., Gagliani N., Villablanca E.J. Commensal bacteria-specific CD4+ T cell responses in health and disease. Front. Immunol., 2018, vol. 9:2667. doi: 10.3389/fimmu.2018.02667

38. Tan T.G., Sefik E., Geva-Zatorsky N., Kua L., Naskar D., Teng F., Pasman L., Ortiz-Lopez A., Jupp R., Wu H.J. Identifying species of symbiont bacteria from the human gut that, alone, can induce intestinal Th17 cells in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2016, vol. 113, pp. 8141-8150. doi: 10.1073/pnas.1617460113

39. Telesford K.M., Yan W., Ochoa-Reparaz J., Pant A., Kircher C., Christy M.A., Begum-Haque S., Kasper D.L., Kasper L.H. A commensal symbiotic factor derived from Bacteroides fragilis promotes human CD39(+)Foxp3(+) T cells and Treg function. Gut Microbes,, 2015, vol. 6, pp. 234-242. doi: 10.1080/19490976.2015.1056973

40. Yang Y., Torchinsky M.B., Gobert M., Xiong H., Xu M. Focused specificity of intestinal TH17 cells towards commensal bacterial antigens. Nature, 2014, vol. 510, pp. 152-156. doi: 10.1038/nature13279

41. Zheng Y., Valdez P.A., Danilenko DM., Hu Y., Sa S.M., Gong Q., Abbas A.R., Modrusan Z., Ghilardi N., de Sauvage F.J., Ouyang W. Interleukin 22 mediates early host defense against attaching and effacing bacterial pathogens. Nat. Med., 2008, vol. 14, pp. 282-289. doi: 10.1038/nm1720

42. Zhou L., Zhang M., Wang Y., Dorfman R.G., Liu H., Yu T., Chen X., Tang D., Xu L., Yin Y., Pan Y., Zhou Q., Zhou Y., Yu C. Faecalibacterium prausnitzii Produces butyrate to maintain Th17/Treg balance and to ameliorate colorectal colitis by inhibiting histone deacetylase. Inflamm. Bowel Dis., 2018, vol. 24, iss. 9, pp. 1926-1940. doi: 10.1093/ibd/izy182


Для цитирования:


Букина Ю.В., Федонюк Л.Я., Коваль Г.Д., Шеховцова Ю.А., Камышный А.М., Губарь А.А., Губка В.А. Сальмонелла-индуцированные изменения уровня ключевых иммунорегуляторных бактерий влияют на транскрипционную активность генов Foxp3 и RORgt в кишечноассоциированной лимфоидной ткани крыс. Инфекция и иммунитет. 2020;10(4):671-685. https://doi.org/10.15789/2220-7619-SIC-1151

For citation:


Bukina Yu.V., Fedoniuk L.Y., Koval G.D., Shekhovtsova Yu.O., Kamyshnyi A.M., Gubar A.O., Gubka V.O. Salmonella-induced changes in the level of key immunoregulatory bacteria affect the transcriptional activity of the Foxp3 and RORgt genes in the gut-associated lymphoid tissue of rats. Russian Journal of Infection and Immunity. 2020;10(4):671-685. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/2220-7619-SIC-1151

Просмотров: 309


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2220-7619 (Print)
ISSN 2313-7398 (Online)