Особенности антифунгальной терапии при длительном инфекционном процессе: клинический случай грибкового кератита и анализ профиля противогрибковой чувствительности с учетом формирования биопленок

Среди инфекционных болезней оппортунистические микозы занимают особое место. В литературе появляется все больше сведений о клинических и эпидемиологических аспектах инфекции, вызванных Fusarium spp. Частота встречаемости данной инфекции среди микробных кератитов в мире колеблется от 2 до 40% в зависимости от географического расположения страны. Колонизируя слизистые, грибы могут существовать не только в виде планктонных форм, но и, прикрепляясь к поверхности, образовывать биопленки, что приводит к возрастанию резистентности ко многим антифунгальным препаратам. В статье описан случай грибкового кератита, обусловленного грибами Fusarium solani, с определением профиля противогрибковой чувствительности выделенных штаммов грибов с учетом их способности к биопленкообразованию. В исследовании использовали культуру F. solani, выделенную от пациента, и тест-культуру F. solani, полученную из Всероссийской коллекции микроорганизмов. При определении чувствительности планктонных культур грибов к противогрибковым препаратам группы азолов (флуконазол, вориконазол), амфотерицина В и тербинафина выявлено, что выраженной противогрибковой активностью в отношении клинического штамма обладают антимикотики амфотерицин В и вориконазол, тогда как для планктонной культуры тест-штамма F. solani характерна более выраженная чувствительность ко всем группам препаратов. В связи с длительным прогрессирующим течением инфекционного процесса и высокой биопленкообразующей способностью клинического штамма F. solani исследована активность противогрибковых препаратов на клетки в составе биопленок, смоделированных in vitro. Показано, что в отношении биопленок показатели минимально ингибирующих концентраций превышают в 100 раз значения для планктонных культур. Проведен анализ механизмов действия противогрибковых препаратов на жизненную активность клеточных структур с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии. Окрашивание проводили с использованием пропидия йодида и акридина оранжевого в течение 15 мин для выявления различия между неповрежденной и поврежденной клеточной поверхностью гриба. Обнаружено, что в составе биопленки клетки сохраняли жизненную активность и под воздействием высоких концентраций веществ. Кроме того, несмотря на деструктивное воздействие значительных концентраций препарата на клеточную мембрану биопленки, ядра клеток оставались жизнеспособными. Необходимо учитывать наличие описанного в данной работе механизма резистентности у мицелиальных грибов и исследовать чувствительность биопленок к препаратам с целью оптимизации антимикотической терапии.

1. Астахов Ю.С., Скрябина Е.В., Коненкова Я.С., Касымов Ф.О., Богомолова Т.С., Пинегина О.Н. Диагностика и лечение грибковых кератитов // Офтальмологические ведомости. 2013. Т. 6, № 2. С. 75–80. [Astakhov Yu.S., Scriabin E.V., Konenkova Y.S., Kasymov F.O., Bogomolova T.S., Pinegin O.N. Diagnosis and treatment of fungal keratitis. Oftalmologicheskie vedomosti = Ophthalmology Journal, 2013, vol. 6, no. 2, pp. 75–80. (In Russ.)] doi: 10.17816/OV11363-73

2. Делягин В.М., Мельникова М.Б., Першин Б.С., Серик Г.И., Джандарова Д.Т. Грибковые поражения глаз (диагностика, лечение) // Практическая медицина. 2015. Т. 1. С. 100–105. [Delyagin V.M., Melnikova M.B., Pershin B.S., Serik G.I., Dzhandarova D.T. Fungal eye lesions (diagnosis, treatment). Prakticheskaia meditsina = Practical Medicine, 2015, vol. 1, pp. 100–105. (In Russ.)]

3. Мальцев С.В., Мансурова Г.Ш. Что такое биопленка? // Практическая медицина. 2011. T. 5. C. 7–11. [Maltsev S.V., Mansurova G.Sh. What is a biofilm? Prakticheskaya meditsina = Practical Medicine, 2011, vol. 5, pp. 7–11. (In Russ.)] doi: 10.21292/2075-1230-2016-94-8-48-53

4. Полтанова Т.И., Белоусова Н.Ю. Рецидив грибкового кератита в роговичном трансплантате // Казанский медицин ский журнал. 2018. Т. 99, № 1. С. 148–150. [Poltanova T.I., Belousova N.Yu. Relapse of fungal keratitis in the corneal graft. Kazanskiy meditsinskiy zhurnal = Kazan Medical Journal, 2018, vol. 99, no. 1, pp. 148–150. (In Russ.)] doi: 10.17816/KMJ2018-148

5. Рахматулина М.Р., Нечаева И.А. Биопленки микроорганизмов и их роль в формировании резистентности к антибактериальным препаратам // Вестник дерматологии и венерологии. 2015. Т. 91, № 2. C. 58–62. [Rakhmatulin M.R., Nechaev I.A. Biofilms of microorganisms and their role in the formation of resistance to antibacterial drugs. Vestnik dermatologii i venerologii = Bulletin of Dermatology and Venereologists, 2015, vol. 91, no. 2, pp. 58–62. (In Russ.)] doi: 10.25208/0042-4609-2015-91-2-58-62

6. Шварц Т.А. Биопленки как микробное сообщество // Вестник КГУ. 2015. № 1. С. 41–44. [Schwartz T.A. Biofilms as a microbial community. Vestnik KGU = Bulletin of KSU, 2015, no. 1, pp. 41–44. (In Russ.)]

7. Ansari Z., Miller D., Galor A. Current thoughts in fungal keratitis: diagnosis and treatment. Curr. Fungal Infect. Rep., 2013, vol. 7, no. 3, pp. 209–218. doi: 10.1007/s12281-013-0150-110.1007/s12281-013-0150-1

8. Aoun M. Voriconazole: a new weapon against invasive fungal infections. Rev. Med. Brux., 2004, vol. 25, no. 3, pp. 166–171.

9. Bayguinov P.O., Oakley D.M., Shih C.C., Geanon D.J., Joens M.S., Fitzpatrick J.A.J. Modern laser scanning confocal microscopy. Curr. Protoc. Cytom., 2018, vol. 85, no. 1, pp. 39–45. doi: 10.1002/cpcy.39

10. Bigley V.H., Duarte R.F., Gosling R.D., Kibbler C.C., Seaton S., Potter M. Fusarium dimerum infection in a stem cell transplant recipient treated successfully with voriconazole. Bone Marrow Transplant., 2004, vol. 3, no. 9, pp. 815–817. doi: 10.1038/sj.bmt.1704660

11. Bograd A., Seiler T., Droz S., Zimmerli S., Früh B., Tappeiner C. Bacterial and fungal keratitis: a retrospective analysis at a university hospital in Switzerland. Klin. Monatsbl. Augenheilkd., 2019, vol. 236, no. 4, pp. 358–365. doi: 10.1055/a-0774-7756

12. CLSI. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi. 3rd ed. Pennsylvania: CLSI, 2017. 63 p.

13. Coleman J.J. The Fusarium solani species complex: ubiquitous pathogens of agricultural importance. Mol. Plant. Pathol., 2016, vol. 17, no. 2, pp. 146–158. doi: 10.1111/mpp.12289

14. Consigny S., Dhedin N., Datry A., Choquet S., Leblond V., Chosidow O. Successsful voriconazole treatment of disseminated fusarium infection in an immunocompromised patient. Clin. Infect. Dis., 2003, vol. 37, no. 2, pp. 311–313. doi: 10.1086/375842

15. De Carolis E., Posteraro B., Lass-Flörl C., Tortorano A.M., Sanguinetti G., Fadda M. Species identification of Aspergillus, Fusarium and Mucorales with direct surface analysis by matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight mass spectrometry. Clin. Microbiol. Infect., 2012, vol. 18, no. 5, pp. 475–484. doi: 10.1111/j.1469-0691.2011.03599.x

16. Dignani M.C., Anaissie E. Human fusariosis. Clin. Microbiol. Infect., 2004, vol. 10, no. 1, pp. 67–75. doi: 10.1111/j.1470-9465.2004.00845.x

17. Dóczi I., Gyetvai T., Kredics L., Nagy E. Involvement of Fusarium spp. in fungal keratitis. Clin. Microbiol. Infect., 2004, vol. 10, no. 9, pp. 773–776. doi: 10.1111/j.1469-0691.2004.00909.x

18. Espinel-Ingroff A., Colombo A.L., Cordoba S. International evaluation of MIC distributions and epidemiological cutoff value (ECV) definitions for Fusarium species identified by molecular methods for the CLSI broth microdilution method. Antimicrob. Agents Chemother., 2015, vol. 60, no. 2, pp. 1079–1084. doi: 10.1128/AAC.02456-15

19. Fernandes M., Vira D., Dey M., Tanzin T., Kumar N., Sharma S. Comparison between polymicrobial and fungal keratitis: clinical features, risk factors, and outcome. Amer. J. Ophthalmol., 2015, vol. 160, no. 5, pp. 873–881. doi: 10.1016/j.ajo.2015.07.028

20. Chang D.C., Grant G.B., O’Donnell K., Wannemuehler K.A., Noble-Wang J., Rao C.Y., Jacobson L.M., Crowell C.S., Sneed R.S., Lewis F.M., Schaffzin J.K., Kainer M.A., Genese C.A., Alfonso E.C., Jones D.B., Srinivasan A., Fridkin S.K., Park B.J. Multistate outbreak of Fusarium keratitis associated with use of a contact lens solution. JAMA, 2006, vol. 296, no. 8, pp. 953–963. doi: 10.1001/jama.296.8.953

21. Guarro J., Pujol I., Mayayo E. In vitro and in vivo experimental activities of antifungal agents against Fusarium solani. Antimicrob. Agents Chemother., 1999, vol. 43, no. 5, pp. 1256–1257. doi: 10.1128/AAC.43.5.1256

22. Gupta A.K., Foley K.A. Evidence for biofilms in onychomycosis. Giornale Italiano di Dermatologia e Venereologia, 2019, vol. 154, no. 1, pp. 50–55. doi: 10.23736/S0392-0488.18.06001-7

23. Homa M., Galgóczy L., Manikandan P., Narendran V., Sinka R., Csernetics A., Vágvölgyi C., Kredics L., Papp T. South Indian isolates of the Fusarium solani species complex from clinical and environmental samples: identification, antifungal susceptibilities, and virulence. Front. Microbiol., 2018, vol. 9: 1052. doi: 10.3389/fmicb.2018.01052

24. Hoog G.S., Guarro J., Gene J., Figueras M.J. Atlas of Clinical Fungi. 2nd edition. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Universitat Rovira i Virgili, 2000. 1126 p.

25. Lewis R.E., Wiederhold N.P., Klepser M.E. In vitro pharmacodynamics of amphotericin B, itraconazole, and voriconazole against Aspergillus, Fusarium, and Scedosporium spp. Antimicrob. Agents Chemother., 2005, vol. 49, no. 3, pp. 945–951. doi: 10.1128/AAC.49.3.945-951.2005

26. Mascotti K., McCullough J., Burger S.R. HPC Viability Measurement: trypan blue versus acridine orange and propidium iodide. Transfusion, 2000, vol. 40, no. 6, pp. 693–696. doi: 10.1046/j.1537-2995.2000.40060693.x

27. Mayayo E., Pujol I., Guarro J. Experimental pathogenicity of four opportunist Fusarium species in a murine model. J. Med. Microbiol., 1999, vol. 48, no. 4, pp. 363–366.

28. Ortoneda M., Capilla J., Pastor F.J., Pujol I., Guarro J. Efficacy of liposomal amphotericin B in treatment of systemic murine fusariosis. Antimicrob. Agents Chemother., 2002, vol. 46, no. 7, pp. 2273–2275. doi: 10.1128/AAC.46.7.2273-2275.2002

29. Paphitou N.I., Ostrosky-Zeichner L., Paetznick V.L., Rodriguez J.R., Chen E., Rex J.H. In vitro activities of investigational triazoles against Fusarium species: effects of inoculum size and incubation time on broth microdilution susceptibility test results. Antimicrob. Agents Chemother., 2002, vol. 46, no. 10, pp. 3298–3300. doi: 10.1128/AAC.46.10.3298-3300.2002

30. Perfect J.R., Marr K.A., Walsh T.J., Greenberg R.N., DuPont B., de la Torre-Cisneros J., Just-Nübling G., Schlamm H.T., Lutsar I., Espinel-Ingroff A., Johnson E. Voriconazole treatment for less-common, emerging, or refractory fungal infections. Clin. Infect. Dis., 2003, vol. 36, no. 9, pp. 1122–1131. doi: 10.1086/374557

31. Pujol I., Guarro J., Gené J., Sala J. In-vitro antifungal susceptibility of clinical and environmental Fusarium spp. strains. J. Antimicrob. Chemother., 1997, vol. 39, no. 2, pp. 163–167. doi: 10.1093/jac/39.2.163

32. Sabatelli F., Patel R., Mann P.A., Mendrick C.A., Norris C.C., Hare R., Loebenberg D., Black T.A., McNicholas P.M. In vitro activities of posaconazole, fluconazole, itraconazole, voriconazole, and amphotericin B against a large collection of clinically important molds and yeasts. Antimicrob Agents Chemother., 2006, vol. 50, no. 6, pp. 2009–2015. doi: 10.1128/AAC.00163-06

33. Tarabishy A.B., Aldabagh B., Sun Y. MyD88 regulation of Fusarium keratitis is dependent on TLR4 and IL-1R1 but not TLR2. J. Immunol., 2008, vol. 181, no. 1, pp. 593–600. doi: 10.4049/jimmunol.181.1.593

34. Thomas P.A., Kaliamurthy J. Mycotic keratitis: epidemiology, diagnosis and management. Clin. Microbiol. Infect., 2013, vol. 19, no. 3, pp. 210–220. doi: 10.1111/1469-0691.12126

35. Van Burik J.A., Magee P.T. Aspects of fungal pathogenesis in humans. Ann. Rev. Microbiol., 2001, vol. 55, pp. 743–772. doi: 0.1146/annurev.micro.55.1.743

36. Walther G., Stasch S., Kaerger K., Hamprecht A., Roth M., Cornely O.A., Geerling G., Mackenzie C.R., Kurzai O. Fusarium Keratitis in Germany. J. Clin. Microbiol., 2017, vol. 55, no. 10, pp. 2983–2995. doi: 10.1128/JCM.00649-17

37. Wu T.G., Keasler V., Mitchell B.M., Wilhelmus K.R. Immunosuppression affects the severity of experimental Fusarium solani keratitis. J. Infect. Dis., 2004, vol. 190, pp. 192–198. doi: 10.1086/421300