Preview

Инфекция и иммунитет

Расширенный поиск

ВОЗМОЖНОСТИ ПРОТОЧНОЙ ЦИТОФЛЮОРИМЕТРИИ В ДИАГНОСТИКЕ ИНФЕКЦИОННЫХ ЗАБОЛЕВАНИЙ. Часть 3

https://doi.org/10.15789/2220-7619-2011-3-221-230

Полный текст:

Аннотация

Резюме. Развитие современной клинической иммунологии, в том числе и инфекционной, требует применения максимально объективных тестов оценки функционального состояния различных типов фагоцитирующих клеток, таких как нейтрофилы, моноциты, макрофаги и дендритные клетки. Широкие потенциальные возможности проточной цитометрии привели к разработке способов регистрации функционального состояния этих клеток, оценке процессов их активации и изучению механизмов формирования дефектов их функционирования. К разряду таковых относятся: анализ фагоцитарной и бактерицидной активности нейтрофилов, а также измерение количества клеток, находящихся на различных стадиях программируемой клеточной гибели (апоптоза). Методические подходы с использованием проточной цитометрии, представленные в данном обзоре, как раз и представляют новое высокотехнологичное направление научных и клинических исследований.

 

Об авторах

С. В. Хайдуков
Институт биоорганической химии им. акад. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН, Москва ФГУ Федеральный Научно-Клинический Центр детской гематологии, онкологии и иммунологии РОСЗДРАВА, Москва
Россия

д.б.н., зав. лабораторией физиологии и патологии иммунной системы

117997, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10



А. В. Зурочка
Институт иммунологии и физиологии УрО РАН, г. Екатеринбург
Россия


Список литературы

1. Барышников А.Ю., Шишкин Ю.В. Иммунологические проблемы апоптоза. — М.: Эдиториал УРСС, 2002. — 309 с.

2. Сибиряк С.В., Вахитов В.А., Курчатова Н.Н. Цитохром P450 и иммунная система: факты, гипотезы, перспективы. — Уфа: ГИЛЕМ, 2003. — 211 с.

3. Чередеев А.Н., Ковальчук Л.В. Апоптоз, как важный этап оценки иммунной системы по патогенетическому принципу // Клин. лаб. диагностика. — 1997. — № 7. — С. 31–34.

4. Ярилин А.А. Апоптоз и его место в иммунных процессах // Иммунология. — 1996. — № 6. — С. 10–23.

5. Хайдуков С.В., Зурочка А.В. Возможности проточной цитофлюориметрии в диагностике инфекционных заболеваний. Часть 1 // Инфекция и иммунитет. — 2011. — Т. 1, № 1. — С. 59–66.

6. Хайдуков С.В., Зурочка А.В. Возможности проточной цитофлюориметрии в диагностике инфекционных заболеваний. Часть 2 // Инфекция и иммунитет. — 2011. — Т. 1, № 2. — С. 113–120.

7. Axtell R.A. Evaluation of the patients with a possible phagocytic disorder // Hematol. Oncol. Clin. — 1988. — Vol. 2. — P. 1–13.

8. Bassøe C.F. Flow cytometric studies on phagocyte function in bacterial infections // Acta Pathol. Microbiol. Immunol. Scand. C. — 1984. — Vol. 92, N 3. — P. 167–171.

9. Bassøe C.F., Laerun O.D., Glette J., Hopen G., Haneburg B., Solberg C.O. Simultaneous measurement of phagocytosis and phagosomal pH by flow cytometry: role of polymorphonuclear neutrophilic leukocyte granules in phagosome acidification // Cytometry. — 1983. — Vol. 4. — P. 254–262.

10. Bassøe C.F., Bjerknes R. Phagocytosis by human leukocytes, phagosomal pH and degradation of seven species of bacteria measured by flow cytometry // J. Med. Microbiol. — 1985. — Vol. 19. — P. 115–125.

11. Bjerknes R. Flow cytometric assay for combined measurement of phagocytosis and intracellular killing of Candida albicans // J. Immunol. Methods. — 1984. — Vol. 72. — P. 229–241.

12. Bjerknes R., Bassoe C.F. Human leukocytes phagocytosis of zymosan particles measured by flow cytometry // Acta Pathol . Microbiol . Immunol . Scand . C . — 1983. — Vol. 91. — P. 341–348.

13. Braunstein J.D., Gorski A., Sharpless T.K., Melamed M.R. Quantitation of granulocyte phagocytosis by flow cytometry // Fed. Proc. — 1976. — Vol. 35. — P. 490.

14. Cantinieaux B., Hariga C., Courtoy P., Hupin J., Fondu P. Staphylococcus aureus phagocytosis: a new cytofluorometric method using FITC and paraformaldehyde // J. Immunol. Methods. — 1989. — Vol. 121. — P. 203–208.

15. Chen S.M., Dumler J.S., Bakken J.S., Walker D.H. Identification of a granulocytotropic Ehrlichia species as the etiologic agent of human disease // J. Clin. Microbiol. — 1994. — Vol. 32. — P. 589–595.

16. Chishti A.D., Shenton B.K., Kirby J.A., Baudouin S.V. Neutrophil chemotaxis and receptor expression in clinical septic shock // Intensive Care Med. — 2004. — Vol. 30. — P. 605–611.

17. Crogan J.B. Altered neutrophil phagocytic function in burn patients // J. Trauma. — 1976. — Vol. 16. — P. 734–738.

18. Darzynkiewitch Z., Li X., Gong J., Traganos F. Methods for analysis of apoptosis by flow cytometry // Mannual of Clinical Laboratory Immunology; Eds. N.R. Rose et al. — 5th ed. — Washington: ASM Press, 1997. — P. 334–345.

19. DeLeo F.R. Modulation of phagocyte apoptosis by bacterial pathogens // Apoptosis. — 2004. — Vol. 9. — P. 399 – 413.

20. Dobmeyer T.S., Raffel B., Dobmeyer J.M., Findhammer S., Klein S.A., Kabelitz D. Hoelzer D., Helm E.B., Rossol R. Decreased function of monocytes and granulocytes during HIV-1 infection correlates with CD4 cell counts // Eur. J. Med. — 1995. — Vol. 1, N 1. — P. 9–15.

21. Donadebian H.D. Congenital and acquired neutrophil abnormalities // Phagocytes and Disease; Eds. M.S. Klempneretal. — Kluwer–Dordrecht–Boston–New York, 1989. — P. 103–118.

22. Fattorossi A., Nisini R., Pizzolo J.G., D'Amelio R. New, simple flow cytometry technique to discriminate between internalized and membrane-bound particles in phagocytosis // Cytometry. — 1989. — Vol. 10, Iss. 3. — P. 320–325.

23. Gessler P., Nebe T., Birle A., Haas N. Kachel W. Neutrophil respiratory burst in term and preterm neonates without signs of infection and in those with increased levels of C-reactive protein // Pediatr. Res. — 1996. — Vol. 39. — P. 843–848.

24. Hausi M., Hirabayashi Y., Kobayashi Y. Simultaneous measurement by flow cytometry of phagocytosis and hydrogen peroxide production of neutrophils in whole blood // J. Immunol. Methods. — 1989. — Vol. 117. — P. 53 –58.

25. Hed J. The extinction of fluorescence by crystal violet and its use to differentiate between attached and ingested microorganisms in phagocytosis // FEMS Lett. — 1977. — Vol. 1. — P. 357–361.

26. Herron M.J., Nelson C.M., Larson J., Snapp K.R., Kansas G.S., Goodman J.L. Intracellular parasitism by the human granulocytic ehrlichiosis bacterium through the P-selectin ligand, PSGL-1 // Science. — 2000. — Vol. 288. — P. 1653–1656.

27. Hildeman D., Mitchell Th., Kappler J., Marrack Ph. T cell apoptosis and reactive oxygen species // J. Clin. Invest. — 2003. — Vol. 111. — P. 575–581.

28. Holm G.H., Gabuzda D. Distinct mechanisms of CD4+ and CD8+ T-cell activation and bystander apoptosis induced by human immunodeficiency virus type 1 virions // J. Virol. — 2005. — Vol. 79, Iss. 10. — P. 6299 – 6311.

29. Johansson A., Jesaitis A.J., Lundqvist H., Magnusson K.E., Sjölin C., Karlsson A., Dahlgren C. Different subcellular localization of cytochrome b and the dormant NADPHoxidase in neutrophils and macrophages: Effect on the production of reactive oxygen species during phagocytosis // Cell. Immunol. — 1995. — Vol. 161. — P. 61–71.

30. Kakinuma K., Yamaguchi T., Shimada K., Sato N. Comparative studies on alveolar macrophages and polymorphonuclear leukocytes. III. Difference spectra of their cellular and subcellular fractions // J. Biochem. — 1980. — Vol. 88. — P. 1467–1474.

31. Krammer P. CD95 (APO-1/Fas) mediated apoptosis: live and let die // Adv. Immunol. — 1999. — Vol. 71. — P. 163–210.

32. Lyadova I.V., Eruslanov E.B, Khaidukov S.V., Yeremeev V.V., Majorov K.B., Pichugin A.V., Nikonenko B.V., Kondratieva T.K., Apt A.S. Comparative analysis of T lymphocytes recovered from the lungs of mice genetically susceptible, resistant, and hyperresistant to Mycobacterium tuberculosis-triggered disease // J. Immunol. — 2000. — Vol. 165, N 10. — P. 5921–5931.

33. Nakagawara A., Nathan C.F., Cohn Z.A. Hydrogen peroxide metabolism in human monocytes during differentiation in vitro // J. Clin. Invest. — 1981. — Vol. 68. — P. 1243–1252.

34. Panasiuk A., Wysocka J., Maciorkowska E., Panasiuk B., Prokopowicz D., Zak J., Radomski K. Phagocytic and oxidative burst activity of neutrophils in the end stage of liver cirrhosis // World. J. Gastroenterol. — 2005. — Vol. 11, Iss. 48. — P. 7661–7665.

35. Remold-O'Donnell E., Parent D. Downregulation of neutrophil CD43 by opsonized zymosan // Blood. — 1995. — Vol. 85, N 2. — P. 337–342.

36. Robinson J.P., Carter W.O. Flow cytometric analysis of granulocytes // Clinical Flow Cytometry, Principles and Applications; Eds: Bauer K.D. et al. — Baltimore: Williams&Wilkins, 1993. — P. 405–433.

37. Rothe G., Oser A., Valet G. Dihydrorhodamin 123: a new flow cytometric indicator for respiratory burst activity in neutrophil granulocytes // Naturwissenschaften. — 1988. — Vol. 75. — P. 354–355.

38. Savill J. Apoptosis in the resolution of inflammation // J. Leukoc. Biol. — 1997. — Vol. 61. — P. 375–380.

39. Sawyer D.W., Donowitz G.R., Mandell G.L. Polymorphonuclear neutrophils: An effective antimicrobial force // Rev. Infect. Dis. — 1989. — Vol. 11. — P. 1532–1544.

40. Scaife H., Woldehiwet Z., Hart C.A., Edwards S.W. Anaplasma phagocytophilum reduces neutrophil apoptosis in vivo // Infect. Immun. — 2003. — Vol. 71. — P. 1995–2001.

41. Shalekoff S., Tiemessen C.T., Gray C.M., Martin D.J. Depressed phagocytosis and oxidative burst in polymorphonuclear leukocytes from individuals with pulmonary tuberculosis with or without human immunodeficiency virus type 1 infection // Clin. Diagn. Lab. Immunol. — 1998. — Vol. 5, N 1. — P. 41–44.

42. Smith R.M., Curnutte J.T. Molecular basis of chronic granulomatous disease // Blood. — 1991. — Vol. 77. — P. 673–686.

43. Vogel L., Alphen L. van, Geluk F., Troelstra A., Mart in E., Bredius R., Eijk P., Jansen H., Dankert J. Quantitative flow cytometric analysis of opsonophagocytosis and killing of nonencapsulated Haemophilus influenzae by human polymorpho-nuclear leukocytes // Clin. Diagn. Lab. Immunol. — 1994. — Vol. 1(4). — P. 394–400.

44. White-Owen C., Alexander J.W., Sramkoski R.M., Babcock G.F. Rapid whole-blood microassay using flow cytometry for measuring neutrophil phagocytosis // J. Clin. Microbiol. — 1992. — Vol. 30, N 8. — P. 2071–2076.

45. Yagisawa M., Yuo A., Yonemaru M., Imajoh-Ohmi S., Kanegasaki S., Yazaki Y., Takaku F. Super oxide release and NADPH oxidase components in mature human phagocytes: Correlation between functional capacity and amount of functional proteins // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 1996. — Vol. 228. — P. 510–516.

46. Yamaguchi T., Kakinuma K., Kaneda M., Shimada K. Comparative studies on alveolar macrophages and polymorphonuclear leukocytes. I. H2O2 and O2-generation by rabbit alveolar macrophages // J. Biochem. — 1980. — Vol. 87. — P. 1449–1455.

47. Yoshiie K., Kim H.Y., Mott J., Rikihisa Y. Intracellular infection by the human granulocytic ehrlichiosis agent inhibits human neutrophil apoptosis // Infect. Immun. — 2000. — Vol. 68. — P. 1125–1133.

48. Zandbergen G. van, Gieffers J., Kothe H., Rupp J., Bollinger A., Aga E., Klinger M., Brade H., Dalhoff K., Maass M., Solbach W., Laskay T. Chlamydia pneumoniae multiply in neutrophil granulocytes and delay their spontaneous apoptosis // J. Immunol. — 2004. — Vol. 172. — P. 1768–1776.


Для цитирования:


Хайдуков С.В., Зурочка А.В. ВОЗМОЖНОСТИ ПРОТОЧНОЙ ЦИТОФЛЮОРИМЕТРИИ В ДИАГНОСТИКЕ ИНФЕКЦИОННЫХ ЗАБОЛЕВАНИЙ. Часть 3. Инфекция и иммунитет. 2011;1(3):221-230. https://doi.org/10.15789/2220-7619-2011-3-221-230

For citation:


Khaidukov S.V., Zurochka A.V. OPPORTUNITIES OF THE FLOW CYTOMETRY IN DIAGNOSTICS OF INFECTIOUS DISEASES. Part 3. Russian Journal of Infection and Immunity. 2011;1(3):221-230. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/2220-7619-2011-3-221-230

Просмотров: 646


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2220-7619 (Print)
ISSN 2313-7398 (Online)