РЕГУЛЯТОРНОЕ ВЛИЯНИЕ МОНОЦИТОВ КРОВИ НА ПОПУЛЯЦИОННЫЙ СОСТАВ ГРАНУЛОЦИТАРНЫХ ЛЕЙКОЦИТОВ И СОСТОЯНИЕ ИХ РЕСПИРАТОРНОГО ВЗРЫВА ПРИ РАСПРОСТРАНЕННОМ ГНОЙНОМ ПЕРИТОНИТЕ

Целью исследования явилось изучение регуляторного влияния моноцитов и их субпопуляций на популяционный состав гранулоцитарных лейкоцитов и состояние их респираторного взрыва при распространенном гнойном перитоните (РГП). Обследовано 24  пациента с острыми хирургическими заболеваниями и травмами органов брюшной полости,  осложнившимися РГП, в возрасте 30–65 лет. В качестве контроля обследовано 25  относительно здоровых людей аналогичного возрастного диапазона. Исследование  популяционного состава моноцитов и гранулоцитарных лейкоцитов крови осуществляли по  двухплатформенной технологии на гематологическом анализаторе Sysmex XE-5000 (Sysmex  Inc., США) и проточном цитометре FC-500 (Beckman Coulter, США) с применением набора  антител Cytodiff (Beckman Coulter, США). Исследование количества моноцитов, экспрессирующих HLA-DR- и CD64-рецептор, проводили методом проточной  цитометрии с использованием прямой иммунофлуоресценции цельной периферической  крови. Состояние респираторного взрыва нейтрофильных гранулоцитов исследовали с помощью хемилюминесцентного анализа на 36-канальном хемилюминесцентном  анализаторе БЛМ-3607 (ООО «МедБиоТех», Россия). В качестве индикаторов  хемилюминесценции использовали люминол и люцигенин. Усиление хемилюминесценции,  индуцированной зимозаном, оценивали отношением площади индуцированной  хемилюминесценции к площади спонтанной и определяли как индекс активации.  Установлено, что иммуновоспалительный процесс при РГП характеризуется снижением  количества классических моноцитов в периферической крови и увеличением содержания  неклассических моноцитов. При РГП в периферической крови понижается уровень  моноцитов, экспрессирующих HLA-DR-рецепторы. Изменение соотношения субпопуляций моноцитов характеризует повышение роли провоспалительной фракции в патогенезе РГП.  Изменения в популяционном составе гранулоцитов в крови у больных РГП также характеризуют развитие острого воспалительного процесса. При этом наблюдается  снижение количества базофилов в периферической крови, что, по-видимому, определяется  наличием аллергического компонента при РГП и, соответственно, их миграцией в зону  воспаления. У больных РГП обнаружена активация респираторного взрыва гранулоцитов  крови, интенсивность которого определяется синтезом первичных и вторичных активных  форм кислорода. Результаты корреляционного анализа позволили установить, что при РГП  повышается регуляторная роль неклассических моноцитов, направленная на стимуляцию  воспалительных процессов (повышение количества зрелых и незрелых форм нейтрофилов и стимуляция активности респираторного взрыва гранулоцитов). Выявленные особенности  регуляторного влияния моноцитов на популяционный состав и интенсивность  респираторного взрыва гранулоцитов могут быть использованы при разработке  иммунотерапевтических методов, направленных на снижение активности воспалительного процесса при РГП.

1. Головкин А.С., Матвеева В.Г., Кудрявцев И.В., Григорьев Е.В., Великанова Е.А., Байракова Ю.В. Субпопуляции моноцитов крови при неосложненном течении периоперационного периода коронарного шунтирования // Медицинская иммунология. 2012. Т. 14, № 4–5. С. 305–312. [Golovkin A.S., Matveeva V.G., Kudryavtsev I.V., Grigoriev E.V., Velikanova E.A., Bairakova Y.V. Blood monocyte subpopulations during uncomplicated coronary artery bypass surgery. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2012, vol. 14, no. 4–5, pp. 305–312. doi: 10.15789/1563-0625-2012-4-5-305-312 (In Russ.)]

2. Евстратова В.С., Ригер Н.А., Никитюк Д.Б., Ханферьян Р.А. Особенности секреции хемокинов мононуклеарными и дендритными клетками: роль гистаминовых рецепторов H3/H4-типа // Медицинская иммунология. 2016. Т. 18, № 5. С. 437–442. [Evstratova V.S., Riger N.A., Nikityuk D.B., Khanferyan R.A. Chemokine secretion patterns in mononuclear and dendritic cells: role of histamine type h3/h4 receptors. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2016, vol. 18, no. 5, pp. 437–442. doi: 10.15789/1563-0625-2016-5-437-442 (In Russ.)]

3. Кудрявцев И.В., Субботовская А.И. Опыт измерения параметров иммунного статуса с использованием шестицветного цитофлуоримерического анализа // Медицинская иммунология. 2015. Т. 17, № 1. С. 19–26. [Kudryavtsev I.V., Subbotovskaya A.I. Application of six-color flow cytometric analysis for immune profile monitoring. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2015, vol. 17, no. 1, pp. 19–26. doi: 10.15789/1563-0625-2015-1-19-26 (In Russ.)]

4. Савченко А.А., Борисов А.Г., Анисимова Е.Н., Беленюк В.Д., Кудрявцев И.В., Решетников И.В., Квятковская С.В., Цейликман В.Э., Зорин А.Н. Исследование фенотипа лейкоцитов крови у больных онихомикозами с помощью метода Hematoflow // Инфекция и иммунитет. 2015. Т. 5, № 4. С. 339–348. [Savchenko A.A., Borisov A.G., Anisimova E.N., Belenyuk V.D., Kudryavtsev I.V., Reshetnikov I.V., Kvjatkovskaja S.V., Cejlikman V.J., Zorin A.N. Blood leukocytes phenotyping by hematoflow method in patients with onychomycosis. Infektsiya i immunitet = Russian Journal of Infection and Immunity, 2015, vol. 5, no. 4, pp. 339–348. doi: 10.15789/2220-7619-2015-4-339-348 (In Russ.)]

5. Савченко А.А., Борисов А.Г., Здзитовецкий Д.Э., Гвоздев И.И. Особенности цитокиновой регуляции респираторного взрыва нейтрофилов крови в прогнозе развития абдоминального сепсиса у больных распространенным гнойным перитонитом // Медицинская иммунология. 2016. Т. 18, № 5. С. 475–482. [Savchenko A.A., Borisov A.G., Zdzitovetsky D.E., Gvozdev I.I. Cytokine regulation of respiratory burst in blood neutrophils for prediction of abdominal sepsis in patients with extended purulent peritonitis. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2016, vol. 18, no. 5, pp. 475–482. doi: 10.15789/1563-0625-2016-5-475-482 (In Russ.)]

6. Савченко А.А., Борисов А.Г., Модестов А.А., Мошев А.В., Кудрявцев И.В., Тоначева О.Г., Кощеев В.Н. Фенотипический состав и хемилюминесцентная активность моноцитов у больных почечноклеточным раком // Медицинская иммунология. 2015. Т. 17, № 2. С. 141–150. [Savchenko A.A., Borisov A.G., Modestov A.A., Moshev A.V., Kudryavtsev I.V., Tonacheva O.G., Koshcheev V.N. Monocytes subpopulations and chemiluminescent activity in patients with renal cell carcinoma. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2015, vol. 17, no. 2, pp. 141–150. doi: 10.15789/1563-0625-2015-2-141-150 (In Russ.)]

7. Савченко А.А., Здзитовецкий Д.Э., Борисов А.Г., Лузан Н.А. Хемилюминесцентная активность нейтрофильных гранулоцитов и уровни концентрации цитокинов у больных распространенным гнойным перитонитом // Цитокины и воспаление. 2013. Т. 12, № 1–2. С. 115–119. [Savchenko A.A., Zdzitovetskiy D.E., Borisov A.G., Luzan N.A. Neutrophil chemiluminescent activity and cytokine concentration levels in patients with extensive purulent peritonitis. Tsitokiny i vospalenie = Cytokines and Inflammation, 2013, vol. 12, no. 1–2, pp. 115–119. (In Russ.)]

8. Agrawal A., Agrawal S., Gupta S. Role of dendritic cells in inflammation and loss of tolerance in the elderly. Front. Immunol., 2017, vol. 8: 896. doi: 10.1155/2015/794072

9. Allen R.C. Neutrophil leukocyte: combustive microbicidal action and chemiluminescence. J. Immunol. Res., 2015, vol. 2015: 794072, 11 p. doi: 10.1155/2015/794072

10. Baek K., Chung I. Cadmium exposure is associated with monocyte count and monocyte to HDL ratio, a marker of inflammation and future cardiovascular disease in the male population. J. Korean Med. Sci., 2017, vol. 32, no. 9, pp. 1415–1422. doi: 10.3346/jkms.2017.32.9.1415

11. Cortjens B., Lutter R., Boon L., Bem R.A., van Woensel J.B. Pneumovirus-induced lung disease in mice is independent of neutrophil-driven inflammation. PLoS ONE, 2016, vol. 11, no. 12: e0168779. doi: 10.1371/journal.pone.0168779

12. Cox S.N., Serino G., Sallustio F., Blasi A., Rossini M., Pesce F., Schena F.P. Altered monocyte expression and expansion of nonclassical monocyte subset in IgA nephropathy patients. Nephrol. Dial. Transplant., 2015, vol. 30, iss. 7, pp. 1122–1232. doi: 10.1093/ndt/gfv017

13. El-Benna J., Hurtado-Nedelec M., Marzaioli V., Marie J.C., Gougerot-Pocidalo M.A., Dang P.M. Priming of the neutrophil respiratory burst: role in host defense and inflammation. Immunol. Rev., 2016, vol. 273, iss. 1, pp. 180–193. doi: 10.1111/imr.12447

14. Fine N., Dimitriou I.D., Rullo J., Sandí M.J., Petri B., Haitsma J., Ibrahim H., La Rose J., Glogauer M., Kubes P., Cybulsky M., Rottapel R. GEF-H1 is necessary for neutrophil shear stress-induced migration during inflammation. J. Cell Biol., 2016, vol. 215, no. 1, pp. 107–119. doi: 10.1083/jcb.201603109

15. Gilmore J.F., Kim M., LaSalvia M.T., Mahoney M.V. Treatment of enterococcal peritonitis with intraperitoneal daptomycin in a vancomycin-allergic patient and a review of the literature. Perit. Dial. Int., 2013, vol. 33, no. 4, pp. 353–357. doi: 10.3747/pdi.2012.00277

16. Gordon S. Targeting a monocyte subset to reduce inflammation. Circ. Res., 2012, iss. 110, no. 12, pp. 1546–1548. doi: 10.1161/RES.0b013e31825ec26d

17. Ichibangase T., Ohba Y., Kishikawa N., Nakashima K., Kuroda N. Evaluation of lophine derivatives as L-012 (luminol analog)-dependent chemiluminescence enhancers for measuring horseradish peroxidase and H2O2. Luminescence, 2014, vol. 29, iss. 2, pp. 118– 121. doi: 10.1002/bio.2513

18. Jha J.C., Watson A.M.D., Mathew G., de Vos L.C., Jandeleit-Dahm K. The emerging role of NADPH oxidase NOX5 in vascular disease. Clin. Sci., 2017, vol. 131, no. 10, pp. 981–990. doi: 10.1042/CS20160846

19. Kahng J., Kim Y., Kim M., Oh E.J., Park Y.J., Han K. Flow cytometric white blood cell differential using CytoDiff is excellent for counting blasts. Ann. Lab. Med., 2015, vol. 35, no. 1, pp. 28–34. doi: 10.3343/alm.2015.35.1.28

20. Laborde R.R., Lin Y., Gustafson M.P., Bulur P.A., Dietz A.B. Cancer vaccines in the world of immune suppressive monocytes (CD14+HLA-DRlo/neg cells): the gateway to improved responses Front. Immunol., 2014, vol. 5, pp. 147. doi: 10.3389/fimmu.2014.00147

21. Lan F., Yuan B., Liu T., Luo X., Huang P., Liu Y., Dai L., Yin H. Interleukin-33 facilitates neutrophil recruitment and bacterial clearance in S. aureus-caused peritonitis. Mol. Immunol., 2016, vol. 72, pp. 74–80. doi: 10.1016/j.molimm.2016.03.004

22. Maecker H., McCoy P., Nussenblatt R. Standardizing immunophenotyping for the human immunology project. Nat. Rev. Immunol., 2012, vol. 12, pp. 191–200. doi: 10.1038/nri3158

23. Mao Y., Koga J.I., Tokutome M., Matoba T., Ikeda G., Nakano K., Egashira K. Nanoparticle-mediated delivery of pitavastatin to monocytes/macrophages inhibits left ventricular remodeling after acute myocardial infarction by inhibiting monocyte-mediated Inflammation. Int. Heart J., 2017, vol. 58, iss. 4, pp. 615–623. doi: 10.1536/ihj.16-457

24. Oishi Y., Manabe I. Macrophages in age-related chronic inflammatory diseases. NPJ Aging Mech. Dis., 2016, vol. 2: 16018. doi: 10.1038/npjamd.2016.18

25. Schwartz C., Eberle J.U., Voehringer D. Basophils in inflammation. Eur. J. Pharmacol., 2016, vol. 778, pp. 90–95. doi: 10.1016/j.ejphar.2015.04.049

26. Singal R., Dhar S., Zaman M., Singh B., Singh V., Sethi S. Comparative evaluation of intra-operative peritoneal lavage with super oxidized solution and normal saline in peritonitis cases; randomized controlled trial. Maedica, 2016, vol. 11, no. 4, pp. 277–285.

27. Singh T.P., Zhang H.H., Borek I., Wolf P., Hedrick M.N., Singh S.P., Kelsall B.L., Clausen B.E., Farber J.M. Monocyte-derived inflammatory Langerhans cells and dermal dendritic cells mediate psoriasis-like inflammation. Nat. Commun., 2016, vol. 7:13581. doi: 10.1038/ncomms13581

28. Tan S.Y., Weninger W. Neutrophil migration in inflammation: intercellular signal relay and crosstalk. Curr. Opin. Immunol., 2017, vol. 44, pp. 34–42. doi: 10.1016/j.coi.2016.11.002

29. Van Biesen W., Brown E.A. Diagnostic and therapeutic approach to peritonitis. Nephrol. Dial. Transplant., 2017, vol. 32, iss. 8, pp. 1283–1284. doi: 10.1093/ndt/gfx226

30. Wang H., Hartnett M.E. Roles of nicotinamide adenine dinucleotide phosphate (NADPH) oxidase in angiogenesis: isoformspecific effects. Antioxidants, 2017, vol. 6, no. 2: 40. doi: 10.3390/antiox6020040

31. Watzlawick R., Kenngott E.E., Liu F.D., Schwab J.M., Hamann A. Anti-inflammatory effects of IL-27 in zymosan-induced peritonitis: inhibition of neutrophil recruitment partially explained by impaired mobilization from bone marrow and reduced chemokine levels. PLoS ONE, 2015, vol. 10, no. 9: 0137651. doi: 10.1371/journal.pone.0137651

32. Winkler M.S., Rissiek A., Priefler M., Schwedhelm E., Robbe L., Bauer A., Zahrte C., Zoellner C., Kluge S., Nierhaus A. Human leucocyte antigen (HLA-DR) gene expression is reduced in sepsis and correlates with impaired TNFα response: a diagnostic tool for immunosuppression? PLoS ONE, 2017, vol. 12, no. 8: e0182427. doi: 10.1371/journal.pone.0182427

33. Yamanishi Y., Karasuyama H. Basophils and mast cells in immunity and inflammation. Semin. Immunopathol., 2016, vol. 38, iss. 5, pp. 535–537. doi: 10.1007/s00281-016-0582-0

34. Ziegler-Heitbrock L. Monocyte subsets in man and other species. Cell. Immunol., 2014, vol. 289, iss. 1–2, pp. 135–139. doi: 10.1016/j.cellimm.2014.03.019