Preview

Инфекция и иммунитет

Расширенный поиск

ЭФФЕКТИВНОСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ ИЗОТЕРМИЧЕСКОЙ АМПЛИФИКАЦИИ ПРИ ОБСЛЕДОВАНИИ БОЛЬНЫХ КОКЛЮШЕМ

https://doi.org/10.15789/2220-7619-2018-3-361-368

Полный текст:

Аннотация

Цель исследования: оценка эффективности применения оптимизированного нами способа генодиагностики на основе изотермической амплификации (LAMP) при обследовании больных с подозрением на коклюш в клинических условиях. Материалы и методы. Проведено обследование 262 пациентов в возрасте от 0 месяцев до 30 лет, госпитализированных в ГБУЗ Инфекционная клиническая больница № 1 ДЗМ. Взятие патологического материала проводили согласно МР 3.1.2.0072-13 с задней стенки ротоглотки. Экстракцию ДНК B. pertussis из исследуемых образцов проводили с помощью тест-системы «АмплиПрайм ® ДНК-сорб-АМ». Выявление специфических фрагментов генома возбудителя коклюша осуществляли методом ПЦР-РВ с помощью набора «АмплиСенс ® Bordetella multi-FL» (метод сравнения) и методом LAMP c помощью электрофореза и интеркалирующего красителя. Результаты. При использовании оптимизированного нами способа, ДНК B. pertussis обнаружена у 252 (96,2%) больных. Метод был эффективен при любых формах клинического течения коклюша — ДНК B. pertussis обнаружена у всех пациентов с тяжелой формой, в 95,8% случаев — у пациентов со среднетяжелой и в 95,3% случаев — у пациентов с легкой формой. ДНК B. Pertussis обнаружена в пробах клинического материала, полученных от больных на разных сроках от начала заболевания — от 92,3% на 1-й неделе до 96% случаев — на 5-й и более неделях заболевания. ДНК B. pertussis обнаружена в высоком проценте случаев (96,7–95,9%) и не зависела от приема антибактериальных препаратов. Дети до 1 года являются основной возрастной группой, подлежащей госпитализации при подозрении на коклюш, так как имеют наиболее высокий риск развития осложнений и тяжелых форм клинического течения. При обследовании 169 детей от 0 до 12 месяцев с помощью оптимизированного метода LAMP, ДНК B. pertussisобнаружена в 98,6% случаев у детей, больных коклюшем, в возрасте от 0–3 месяцев, в 98,4% случаев — у детей 4–7 месяцев и в 94,6% случаев — у детей 8–12 месяцев. Эффективность обнаружения ДНК возбудителя у больных коклюшем детей в возрасте до 1 года с помощью оптимизированного метода LAMP составила 97,6%.

Об авторах

А. С. Пименова
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора.
Россия

младший научный сотрудник лаборатории диагностики дифтерийной и коклюшной инфекций.

Москва.


О. Ю. Борисова
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора; ФГБОУ ВО Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова МЗ РФ.
Россия

д.м.н., доцент, руководитель лаборатории диагностики дифтерийной и коклюшной инфекций.

125212, Россия, Москва, ул. Адмирала Макарова, 10.

Тел.: 8 (499) 747-64-84 (служебн.); 8 916 147-19-60 (моб.).

Факс: 8 (495) 452-18-30.



М. С. Петрова
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора.
Россия

старший научный сотрудник клинического отдела.

Москва.


И. С. Воронина
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора.
Россия

младший научный сотрудник клинического отдела.

Москва.


А. Б. Борисова
ФГБОУ ВО Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова МЗ РФ.
Россия

младший научный сотрудник клинического отдела.

Москва.


О. В. Шамшева
ФГБОУ ВО Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова МЗ РФ.
Россия

д.м.н., профессор, зав. кафедрой инфекционных болезней у детей.

Москва.


С. С. Афанасьев
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора.
Россия

д.м.н., профессор, главный научный сотрудник.

Москва.


Е. В. Власов
ГБУЗ Инфекционная клиническая больница № 1 Департамента здравоохранения города Москвы.
Россия

зам. главного врача по медицинской части (детство).

Москва.



В. А. Алешкин
ФБУН Московский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Г.Н. Габричевского Роспотребнадзора.
Россия

д.б.н., профессор, директор.

Москва.



Список литературы

1. Гланц С. Медико-биологическая статистика. М.: Практика, 1998. 459 с.

2. Медкова А.Ю., Синяшина Л.Н., Румянцева Ю.П., Воронина О.Л., Кунда М.С., Каратаев Г.И. Накопление авирулентных инсерционных Bvg мутантов Bordetella pertussis при экспериментальной инфекции лабораторных мышей // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2013. № 4. С. 22–26.

3. Петри А., Сэбин К. Наглядная медицинская статистика. Москва: «ГЭОТАР-Медиа», 2015. 216 с.

4. Пpадед М.Н., Яцышина С.Б., Селезнева Т.С., Малинина С.В., Биpюлева Н.В., Любимова Т.Е., Воpобьева Н.С. ПЦР-диагностика инфекций, вызванных B. pertussis, B. parapertussis и B. bronchiseptica // Клиническая лабораторная диагностика. 2013. № 1. С. 53–56.

5. Backman A., Johansson B., Olcen P. Nested PCR optimized for detection of Bordetella pertussis in clinical nasopharyngeal samples. J. Clin. Microbiol., 1994, vol. 32, no. 10, pp. 2544–2548.

6. Birkebaek N.H., Heron I., Skjodt K. Bordetella pertussis diagnosed by polymerase chain reaction. APMIS, 1994, vol. 102, no. 4, pp. 291–294. doi: 10.1111/j.1699-0463.1994.tb04878.x

7. Brotons P., de Paz H.D., Esteva C., Latorre I., Muñoz-Almagro C. Validation of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid diagnosis of pertussis infection in nasopharyngeal samples. Expert Rev. Mol. Diagn., 2016, vol. 16, no. 1, pp. 125–130. doi: 0.1586/14737159.2016.1112741

8. Douglas E., Coote J.G., Parton R., McPheat W. Identification of Bordetella pertussis in nasopharyngeal swabs by PCR amplification of a region of the adenylate cyclase gene. J. Med. Microbiol., 1993, vol. 38, no. 2, pp. 140–144. doi: 10.1099/00222615-38-2-140

9. Dragsted D.M., Dohn B., Madsen J., Jensen J.S. Comparison of culture and PCR for detection of Bordetella pertussis and Bordetella parapertussis under routine laboratory conditions. J. Med. Microbiol., 2004, vol. 53, no. 8, pp. 749–754. doi: 10.1099/jmm.0.45585-0

10. Fujino M., Suzuki E., Watanabe M., Nakayama T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) aids the clinical diagnosis of pertussis. Jpn. J. Infect. Dis., 2015, vol. 68, no. 6, pp. 532–533. doi: 10.7883/yoken.JJID.2015.125

11. Glare E.M., Paton J.P., Premier R.R., Lawrence A.J., Nisbet I.T. Analysis of a repetitive DNA sequence from Bordetella pertussis and its application to the diagnosis of pertussis using the polymerase chain reaction. J. Clin. Microbiol., 1990, vol. 28, no. 9, pp. 1982–1987.

12. Grimprel E.P., Begue P., Anjak I., Betsou F., Guiso N. Comparison of polymerase chain reaction, culture and Western immunoblot serology for diagnosis of Bordetella pertussis infections. J. Clin. Microbiol., 1993, vol. 31, no. 10, pp. 2745–2750.

13. He Q., Mertsola J., Soini H., Skurnik M., Ruuskanen O., Viljanen M.K. Comparison of polymerase chain reaction with culture and enzyme immunoassay for diagnosis of pertussis. J. Clin. Microbiol., 1993, vol. 31, no. 3, pp. 642–645.

14. Houard S., Hackel C., Herzog A., Bollen A. Specific identification of Bordetella pertussis by the polymerase chain reaction. Res. Microbiol., 1989, vol. 140, no. 7, pp. 477–487.

15. Kamachi K., Moriuchi T., Hiramatsu Y., Otsuka N., Shibayama K. Evaluation of a commercial loop-mediated isothermal amplification assay for diagnosis of Bordetella pertussis infection. J. Microbiol. Methods, 2017, vol. 133, pp. 20–22. doi: 10.1016/j.mimet.2016.12.009

16. Kamachi K., Toyoizumi-Ajisaka H., Toda K., Soeung S.Ch., Sarath S., Nareth Y., Horiuchi Y., Kojima K., Takahashi M., Arakawa Y. Development and evaluation of a loop-mediated isothermal amplification method for rapid diagnosis of Bordetella pertussis infection. J. Clin. Microbiol., 2006, vol. 44, no. 5, pp. 1899–1902. doi: 10.1128/JCM.44.5.1899-1902.2006

17. Kamachi K., Yoshino S., Katsukawa C., Otsuka N., Hiramatsu Y., Shibayama K. Laboratory-based surveillance of pertussis using multitarget real-time PCR in Japan: evidence for Bordetella pertussis infection in preteens and teens. New Microbes New Infect., 2015, vol. 8, pp. 70–74. doi: 10.1016/j.nmni.2015.10.001

18. Lanotte Ph., Plouzeau C., Burucoa C., Grélaud C., Guillot S., Guiso N., Garnier F. Evaluation of four commercial real-time PCR assays for detection of Bordetella spp. in nasopharyngeal aspirates. J. Clin. Microbiol., 2011, vol. 49, no. 11, pp. 3943–3946. doi: 10.1128/JCM.00335-11

19. Li Z.M., Hannah J.H., Stibitz S., Nguyen N.Y., Manclark C.R., Brennan M.J. Cloning and sequencing of the structural gene for the porin protein of Bordetella pertussis. Mol. Microbiol., 1991, vol. 5, no. 7, pp. 1649–1656.

20. Li Z.M., Jansen D.L., Finn T.M., Halperin S.A., Kasina A., O’Connor S.P., Aoyama T., Manclark C.R., Brennan M.J. Identification of Bordetella pertussis infection by shared-primer PCR. J. Clin. Microbiol., 1994, vol. 32, no 3, pp. 783–789.21. Litt D.J., Jauneikaite E., Tchipeva D., Harrison T.G., Fry N.K. Direct molecular typing of Bordetella pertussis from clinical specimens submitted for diagnostic quantitative (real-time) PCR. J. Med. Microbiol., 2012, vol. 61, no. 12, pp. 1662–1668. doi: 10.1099/jmm.0.049585-0

21. Loeffelholz M. Towards improved accuracy of Bordetella pertussis nucleic acid amplification tests. J. Clin. Microbiol., 2012, vol. 50, no. 7, pp. 2186–2190. doi: 10.1128/JCM.00612-12

22. Mastrantonio P., Stefanelli P., Giuliano M. Polymerase chain reaction for the detection of Bordetella pertussis in clinicalnasopharyngeal aspirates. J. Med. Microbiol., 1996, vol. 44, no. 4, pp. 261–266. doi: 10.1099/00222615-44-4-261

23. Mattoo S., Cherry J.D. Molecular pathogenesis, epidemiology, and clinical manifestations of respiratory infections due to Bordetella pertussis and other Bordetella subspecies. Clin. Microbiol. Rev., 2005, vol. 18, no. 2, pp. 326–382. doi: 10.1128/CMR.18.2.326-382.2005

24. Notomi T., Mori Y., Tomita N., Kanda H. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): principle, features, and future prospects. J. Microbiol., 2015, vol. 53, no. 1, pp. 1–5. doi: 10.1007/s12275-015-4656-9

25. Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N., Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res., 2000, vol. 28, no. 12, pp. e63.

26. Qin X. Resurgence of pertussis and its laboratory diagnosis. Clin. Microbiol. Newsl., 2015, vol. 37, no. 9, pp. 69–76. doi: 10.1016/j.clinmicnews.2015.04.001

27. Qin X., Galanakis E., Martin E.T., Englund J.A. Multitarget PCR for diagnosis of pertussis and its clinical implications. J. Clin. Microbiol., 2007, vol. 45, no. 2, pp. 506–511. doi: 10.1128/JCM.02042-06

28. Rodgers L., Martin S.W., Cohn A., Budd J., Marcon M., Terranella A., Mandal S., Salamon D., Leber A., Tondella M.L., Tatti K., Spicer K., Emanuel A., Koch E., McGlone L., Pawloski L., Lemaile-Williams M., Tucker N., Iyer R., Clark T.A., Diorio M. Epidemiologic and laboratory features of a large outbreak of pertussis-like illnesses associated with cocirculating Bordetella holmesii and Bordetella pertussis – Ohio, 2010–2011. Clin. Infect. Dis., 2013, vol. 56, no. 3, pp. 322–331. doi:10.1093/cid/cis888

29. Schlapfer G., Cherry J.D., Heininger U., Uberal M., Schmitt-Grohe S., Laussucq S., Just M., Stehr K. Polymerase chain reaction identification of Bordetella pertussis infections in vaccinees and family members in a pertussis vaccine efficacy trial in Germany. Pediatr. Infect. Dis. J., 1995, vol. 14, no. 3, pp. 209–214.

30. Schlapfer G., Senn H.P., Berger R., Just M. Use of the polymerase chain reaction to detect Bordetella pertussis in patientswith mild or atypical symptoms of infection. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 1993, vol. 12, no. 6, pp. 459–463.

31. Stone B.L., Daly J., Srivastava R. Duration of Bordetella pertussis polymerase chain reaction positivity in confirmed pertussis illness. J. Pediatric. Infect. Dis. Soc., 2014, vol. 3, no. 4, pp. 347–349. doi: 10.1093/jpids/piu004

32. Van der Zee A., Agterberg C., Peeters M., Mooi F., Schellekens J. A clinical validation of Bordetella pertussis and Bordetella parapertussis polymerase chain reaction: comparison with culture and serology using samples from patients with suspected whooping cough from a highly immunized population. J. Infect. Dis., 1996, vol. 174, no. 1, pp. 89–96.

33. Van der Zee A., Agterberg C., Peeters M., Schellekens J., Mooi F.R. Polymerase chain reaction assay for pertussis: simultaneous detection and discrimination of Bordetella pertussis and Bordetella parapertussis. J. Clin. Microbiol., 1993, vol. 31, no. 8, pp. 2134–2140.


Для цитирования:


Пименова А.С., Борисова О.Ю., Петрова М.С., Воронина И.С., Борисова А.Б., Шамшева О.В., Афанасьев С.С., Власов Е.В., Алешкин В.А. ЭФФЕКТИВНОСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ ИЗОТЕРМИЧЕСКОЙ АМПЛИФИКАЦИИ ПРИ ОБСЛЕДОВАНИИ БОЛЬНЫХ КОКЛЮШЕМ. Инфекция и иммунитет. 2018;8(3):361-368. https://doi.org/10.15789/2220-7619-2018-3-361-368

For citation:


Pimenova A.S., Borisova O.Y., Petrova M.S., Voronina I.S., Borisova A.B., Shamsheva O.V., Afanasiev S.S., Vlasov E.V., Aleshkin V.A. EFFICIENCY OF APPLICATION OF ISOTHERMAL AMPLIFICATION AT INSPECTION OF PATIENTS WITH WHOOPING COUGH. Russian Journal of Infection and Immunity. 2018;8(3):361-368. (In Russ.) https://doi.org/10.15789/2220-7619-2018-3-361-368

Просмотров: 144


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2220-7619 (Print)
ISSN 2313-7398 (Online)